综述目的

长期以来，肠道一直被认为是多器官功能障碍综合征 (multiple organ dysfunction syndrome) 的“发动机”。本综述通过对最新研究结果的介绍，阐述肠道作为“传播者”促进器官衰竭以及危重疾病的作用。

近期研究成果

正常情况下，肠道吸收营养，并作为屏障防止约40万亿的消化道内微生物及其产物对宿主造成损伤。而在危重疾病中，肠道的完整性受到损害，表现为通透性增高和上皮细胞凋亡增加，导致在正常情况下无菌的消化道外部位的感染。肠道完整性的诸多变化在有患者存在其他合并症/基础疾病的情况下又会进一步加剧。在危重疾病状态下，肠道正常的共生菌群也有所变化，随着菌群致病力的增强及其多样性的减少，在宿主体内引发进一步的病理反应。

结论

在危重疾病中，肠道的所有组成部分均会受到不利的影响。肠道损伤不仅造成局部损伤，也可导致远隔部位损伤及远隔器官的衰竭。了解肠道各个组成部分相互作用、以及在疾病状态下该相互作用受损的机制，对于在未来“关闭”多器官功能障碍综合征的“发动机”具有重大意义。

背景介绍

过去30多年里，肠道一直被认为是多器官功能障碍综合征的“发动机”【1】。早期理论简单地认为，危重疾病诱发肠道高通透性，导致未受损菌群进入全身循环，继而引发起脓毒症及器官衰竭。这一学说在理论上有一定新意, 在某些临床领域也有一定的正确性，然而，现实情况却远非如此。

肠道的三大组成部分——肠上皮细胞、肠道菌群和肠道免疫系统相互作用，其庞大的数量增强了肠道内部的复杂性：肠上皮组织的表面积相当于半个羽毛球场的大小【2】;肠腔内所含的细菌细胞数量约达400万亿，大致等同整个宿主所具有的细胞数量【3■■】;此外，肠道还具有超过80%的宿主淋巴细胞【4】。尽管肠道内各组成部分间的联系十分复杂，在正常情况下，各部分相互作用，在维持宿主健康中扮演着重要的角色。

然而，肠道的各个组成部分的功能在危重疾病中会受到严重影响。在临床上，我们把危重患者所拥有的一系列症状，包括肠鸣音消失、腹泻、腹胀、呕吐、肠内营养残余量增多、应激性溃疡导致的胃肠道出血以及腹腔内高压等统称为“肠道衰竭”。单一的一种症状并不会影响疾病预后，但是在ICU病房中，如第一天即出现三种或以上的症状，死亡率则会提高3倍【5】。此外，肠道内脂肪酸结合蛋白的升高(肠上皮细胞损伤的一项标志)和瓜氨酸的降低(肠上皮细胞质量的一项指标)同样也与ICU患者的死亡率有关【6,7】。

本综述将重点介绍近期在肠道疾病相关的分子及细胞生理病理学方面取得的新进展，以更深入地理解肠道产生局部及远隔器官障碍的机制。值得关注的是，根据目前的条件，还无法取得危重患者的肠上皮组织或肠免疫系统组织样本，故一般在临床前(基础)研究中提出下文所介绍的各种新理念。但另一方面，由于可以从危重患者身上获取粪便及肛拭样本，从而为研究人员研究肠道在人类危重疾病中的作用提供了新的途径。

肠上皮组织——营养的供给者，人体的“长城”

肠上皮组织是一个单层的细胞层，它不仅提供着人体所吸收的绝大部分营养，还实时保护着人类宿主的身体，使其免于遭受上万亿微生物的潜在侵袭。在肠隐窝的基底部，多能干细胞活跃地增殖并产生子细胞，这些细胞向上端的肠绒毛和吸收性上皮组织迁移，并同时分化出产生黏液的杯状细胞以及内分泌细胞。当细胞到达肠绒毛的顶端后，或凋亡、或整个脱落到肠腔之中。细胞从产生、迁移及分化到死亡的过程发生在一周之内。

肠道具有高达约32m2的吸收表面积，并存在着一个半通透的物理屏障，可限制细菌和分子颗粒的进入。每个细胞之间有紧密连接蛋白来调整细胞间隙大小，这些蛋白调控着肠道的通透性。在危重疾病中，肠道完整性的各组成部分均受到巨大的影响。脓毒症和严重的非感染性炎症(如创伤、烧伤、出血等)可同时诱发肠道上皮细胞凋亡增多和肠腺窝细胞(crypt)增殖减少【8,9】，后果是导致绒毛长度缩短、肠吸收能力下降、全身性炎症变化，并提高细胞间通透性。值得注意的是，在相关的基础研究中发现，在小鼠的腹腔脓毒症和肺炎模型中【10,11】，特异性过表达肠道抗凋亡蛋白Bcl-2和促成长/存活的介质上皮成长因子均可提高小鼠的存活率，提示肠道完整性的修复在危重疾病的恢复过程中具有重要意义。

危重疾病也与肠道的高通透性有关。早在小鼠脓毒症开始后一小时即可观察到特定的紧密连接蛋白表达量的变化。在盲肠结扎穿刺模型(cecal ligation and puncture, 即CLP，一种粪汁性腹膜炎模型)和绿脓杆菌肺炎模型【12■■】中，肠道屏障的恶化至少持续了48小时。脓毒症诱发的肠道高通透性与空肠连接蛋白 2(jejunal claudin 2)和连接黏附分子-A(junctional adhesion molecule -A)的表达增加、以及联结蛋白 5(claudin 5)和封闭蛋白(occludin)的表达减少有关。此外，小鼠脓毒症中，结肠的紧密连接蛋白也发生了变化，且claudin 2有所增加，claudin 1、3、4、5和8的细胞定位发生改变【13】。

对宿主有害的因子可以穿过肠道进入循环系统中，其也可以通过肠系膜淋巴结进入循环系统【14】。肠源性淋巴液直接流入肺循环，在对大小型动物的烧伤、创伤和休克研究中，结扎肠系膜淋巴管可以避免发生肺损伤和死亡。但需要强调的是，肠道相关性的危重疾病的发生绝非像细菌迁移这样简单，因为当小鼠遭受创伤或发生出血性休克后，它们的肠系膜淋巴中不包含任何来自于细菌的16S核糖体RNA基因物质，但却出现损害相关的分子模式物质(DAMP)的增多【15】，这说明，肠系膜淋巴可运输不同于细菌的炎性介质以促进全身性炎性反应。

合并症/基础疾病

随着精准医学时代的来临，不同患者对于相似的伤害刺激会产生截然不同的反应，已经成为显而易见的现象。宿主间对伤害刺激的不同反应性部分由基因遗传所决定，另一些则由一生中积累的环境刺激和慢性病情况所导致的。目前认为，基础疾病的存在与危重患者死亡率增高相关。例如，在1996到2004年间对660万丹麦患者的研究中发现：基线水平相比，合并酒精滥用、 、心血管疾病及癌症的患者在罹患脓毒症后的死亡率增高【16】。

多种基础疾病可加重肠道完整性的损伤。与接受相同刺激的健康动物相比，罹患肺癌的动物在盲肠结扎穿刺后，肠腺窝细胞(crypt)增殖能力进一步下降，并与动物死亡率升高有关【17■■】。类似地，原先存在胰腺炎的动物在绿脓杆菌肺炎模型中可诱导肠道上皮细胞凋亡增加，其程度超过单纯胰腺炎或者单纯绿脓杆菌感染的情况【18】。

在使用盲肠结扎穿刺给予脓毒症刺激前，如小鼠饮酒超过12周，其肠道完整性也会恶化。同过往健康的脓毒症小鼠相比，饮酒脓毒症小鼠的肠道通透性升高，上皮细胞凋亡增加，而肠腺窝细胞(crypt)增殖能力降低，且肠绒毛长度减小，这些都与死亡率升高相关【19】。值得注意的是，向饮酒脓毒症小鼠使用表皮成长因子后，它们的肠道完整性和存活率均有所改善并提高达到了与对照组(饮水脓毒症小鼠)相似的水平。然而，在长期酒精摄入的情况下，表皮成长因子的效力会有所减弱，向饮酒脓毒症小鼠和饮水脓毒症小鼠同时施用表皮成长因子，前者的肠道完整性及死亡率均低于对照组(饮水的脓毒症小鼠)【20■■】。

年龄也是影响肠道完整性的重要因素。相较于从单独从年龄或脓毒症角度做出的预测结果，老年脓毒症小鼠的上皮细胞凋亡表现出与之不成比例的增长【21】。年龄因素对于实验对象肠道完整性的影响显得较为复杂。例如，在数只8到10周龄小鼠的肠道微粒甘油三醇转移蛋白被有条件地敲除后，其乳糜微粒合的成受到完全阻断，并伴随脂质的吸收不良。这些年幼鼠经由绿脓杆菌肺炎患脓毒症后，没有发生由脓毒症诱发的肠道细胞凋亡增多，或是细胞增殖及绒毛长度的减少，该过程与生存率升高相关【22】。相反地，同基因的老年鼠(年龄在20-24个月间)在患脓毒症后，出现更多的上皮细胞凋亡，并伴有Bax/Bcl-2的增加以及Bax/B细胞淋巴细胞比例异常增加，该过程与死亡率增高有关【23】。

肠道菌群

微生物群同宿主的共生关系，自宿主出生开始形成，在宿主的整个生命过程中持续发展【24】。“微生物群”这一术语本意是指存在于宿主体内( 、肺部、肠道)或体表(皮肤)的所有微生物，但大部分的菌种以及大量的微生物群都存在于肠腔内部。肠道菌群由超过1000种不同的菌种构成，包含了超过200万种基因【3■■，25】。肠道微生物主要分为两大门类：厚壁菌门和拟杆菌门，两者间的比例在一生中持续变化，并随着年龄的增长比以往有所增大【26,27】。

正常情况下，菌群对于宿主的健康发挥着重要的作用，但危重疾病却导致菌群发生多种变化，如多样性的减少和致病菌的过量过度增长【28■■】。抗生素的使用及质子泵抑制剂等不相关的治疗方法通常会加剧这些变化。当有脓毒症、创伤、烧伤等多种刺激时，一个健康的菌种在数小时之内即可转变为致病菌种【29】。尽管目前对这种转变背后的机制仍未有定论，但可以发现，宿主环境不仅会导致菌种存在多样性的变化，同时也可改变它们的毒性因子。例如，将绿脓杆菌注射入假术手术组小鼠的盲肠中培养，随后将细菌收集并植入未受损害的小鼠腹腔中，发现并未造成任何死亡。然而，将同样的菌种注射进接受过30%肝切除手术的小鼠盲肠中中培养，随后将细菌收集并植入未受损害小鼠的腹腔中，发现接受细菌移植的小鼠全部死亡【30】。这表明，细菌可感知宿主体内环境的改变，并随之改变自身的毒性因子成为致病菌。

基于肠道菌群在危重疾病中发生菌群失调，利用调节内生菌种以达到治疗效果的策略受到了广泛关注【31■，32■■】。为达到这一目的，可通过添加或刺激假定有益微生物(益生菌、益生元、合生素)的生长，或通过对消化道进行选择性去污染消灭假定的有害微生物。治疗菌群失调的新途径是使用粪便微生物群移植法(fecal microbiota transplantation, FMT) 移植完好无损的菌群。粪便微生物群移植法已被证明对反复发作性艰难梭菌结肠炎具有极好的效果【33，34■】，重症病患的成功案例报告同时表明，其对于由菌群失调诱发、而非艰难梭菌导致的腹泻有效【35，36】。然而，由于对患者使用抗微生物制剂可能会即刻改变被移植的菌群的种类，因此对危重疾病患者使用粪便微生物群移植法时需避免使用抗生素，这在一定程度上限制了该方法的使用。需要说明的是，虽然上文提及的在危重疾病中针对肠道菌群的各种处理策略都同时有理论以及不同程度证据的支持，但它们尚未成为目前国际通用的治疗标准。

肠道免疫系统

由于肠道持续暴露在外源微生物之下，免疫系统对于维护生活在肠腔内的有益菌群(同时也是具有潜在危险性的菌群)以及生活在宿主其他部位间菌群之间脆弱的平衡就显得极其重要。免疫系统通过使用先天性和适应性反应来完成这一任务。

肠道的固有层存在中性粒细胞，它们对细菌侵害和吞噬活动作出迅速反应，并消灭入侵的致病菌【37】。在脓毒症后期炎性反应阶段，脓毒症减少了小肠中细胞表层黏附分子E-selectin以及细胞间黏附分子module 1的表达，抑制了中性粒细胞流入。对脓毒症小鼠使用蛋白脱乙酰酶 1(SIRT1)抑制剂，小鼠的内皮黏附分子表达增加，且中性粒细胞上的P-selectin糖蛋白配体 1(E-selectin的一种配体)表达也有所增加【38】。值得注意的是，该过程与存活率升高相关，甚至在接受盲肠结扎穿刺24小时后，使用SIRT 1抑制剂仍可提高小鼠存活率，这表明中性粒细胞持续流入肠道可能会影响脓毒症死亡率。

细菌在自发移位、或是被抗原递呈细胞带离肠腔后，即被转送到肠系膜淋巴结，随后发生抗原递呈，细菌特异性的IgA产生并对抗这些细菌【39】。

除菌群相互作用外，肠上皮内淋巴细胞还负有维持肠上皮细胞完整性的任务，尤其是在出现炎症反应的时候。 T细胞具有先天性及适应性免疫细胞机能，它可以帮助消除感染。虽然目前 T细胞的大部分机能尚未被阐明，但已显示它们通过调节小肠中黏蛋白表达并改善杯状细胞机能，参与了肠粘膜的修复【40】。值得注意的是，由于脓毒症患者拥有的循环T细胞比例低于健康对照组【42】，说明 T细胞的缺失可增加盲肠结扎穿刺后动物的死亡率【41】。

免疫系统不仅在同微生物群的相互作用中扮演着至关重要的角色，与肠上皮组织也有着相互作用。随着脓毒症的发展，患者的T细胞(T-cell)共抑制标志物(coinhibitory markers)出现明显上调【43】。在多种脓毒症模型中，阻断T细胞共抑制分子PD-1 (T-cell coinhibitory molecule PD-1)及其程序性死亡配体(PD-L1)导致了数个细胞系免疫功能的修复和存活率的提升【44】。而值得注意的是，实施盲肠结扎穿刺后，肠上皮组织中的PD-L1也有所上调，且同WT小鼠相比，脓毒症PD-L1-/-鼠的肠道通透性有所减小【45■■】。

肠道与远隔器官的联系

作为多器官障碍综合征的“发动机”，肠道还可引发和传播远隔损害。肠道和肺部的上皮组织都暴露于高度密集的外源性抗原下，因而是炎症感染开始和持续的中心。肠道和肺部之间存在的交互反应(crosstalk)，很大程度上是一种双重的彼此影响。表面活性型蛋白缺失时，金黄葡萄球菌肺炎可引发肠上皮细胞凋亡的增加，Bax/Bcl-2的表达增加以及肠道肿瘤坏死因子以及白细胞介素-1β的增加【46■】。肠源性因子也可从肠道经由肠系膜淋巴，引发ARDS，而在危重疾病中，结扎肠系膜淋巴管可阻止远隔部位的肺损伤。此外，将受损伤动物的毒性淋巴移植给既往健康的动物，也能诱发健康动物的肺损伤【14】。肺部病理生理还受肠道菌群的影响。在肺炎球菌肺炎中，肠道菌群缺失的小鼠表现出更为严重的细菌播散、炎症、器官损伤以及更高死亡率。然而，使用粪便微生物移植法，在肺炎球菌肺炎后肺部细菌数量及细胞因子水平均恢复了正常【47■■】。

肝脏作为同肠道联系最为密切的器官，暴露于来自门静脉循环的大量的细菌成分及其代谢物。有新证据表明，微生物群与急性及慢性的肝脏疾病有关，使用益生元、益生菌、抗生素治疗菌群失调可以有效地治疗肝性脑病等肝脏重病患者所具有的多种并发症【48】。

重症患者常常会出现由炎症和高渗透性引发的急性肾损伤。肠系膜血管床通透性的升高可直接导致肠组织水肿及肠道屏障功能障碍，引发全身性炎症反应，进一步加剧急性肾损伤。但菌群生成的短链脂肪酸通过在炎性过程中的调节作用，可以改善由局部缺血-再灌注诱发的肾损伤【49】。而糖化终产物、酚类化合物、吲哚等菌群产物却可以加速肾损伤的进程，导致肾脏损伤的进一步发展【50】。

最后，近期资料表示，肠道菌群还通过脑肠轴中枢神经系统产生作用而影响焦虑、抑郁、认知及内脏疼痛【51■】。在重症患者身上，常可见到如神智失常等引发更坏结果的急性脑功能障碍，为此，针对菌群的干预可作为一种在重症监护室中扭转常见器官功能障碍的新疗法。

结论

肠道作为一种高度复杂的系统，在正常情况下，其上皮组织、菌群和免疫系统保持着紧密连接的完整性，在各种方面均有利于宿主健康。但在危重疾病中，肠道所有组成部分功能失调，却可将损伤传播并造成远隔器官的功能障碍。那些致力于修复肠道完整性、优化有效的免疫反应和逆转病理性不良反应的治疗方法为未来重病患者潜在治疗方法的探索开辟了新的途径。

■ 特别关注文献

■■ 极重要文献

1.Carrio CJ, Meakins JL, Marshall JC, et al. Multiple-organ-failure syndrome. Arch Surg 1986; 121:196-208.

2.Helander HF, Fandriks L. Surface area of the digestive tract: revisited. Scand J Gastroenterol 2014; 49:681-689.

3.■■Sender R, Fuchs S, Milo R. Are we really vastly outnumbered? Revisiting the ratio of bacterial to host cells in humans. Cell 2016;164:337-340

4.Thome JJ, Yudanin N, Ohmura Y, et al., Spatial Map of human T cell compartmentalization and maintenance over decades of life. Cell 2014; 159:814-828

5.Reintam BA, Poeze M, Malbrain ML, et al. Gastro-intestinal Failure Trial Group. Gastrointestinal symptoms during the first week of intensive care are associated with poor outcome: a prospective ulticentre study. Intensive Care Med 2013; 39:899-909

6.Piton G, Belon F, Cypriani B, et al. Enterocyte damage in criticaly ill patients is associated with shock condition and 28-day mortality. Crit Care Med 2013; 41:2169-2176.

7.■Piton G, Capellier G. Biomarkers of gut barrier failure in the ICU. Curr Opin Crit Care 2016; 22: 152-160.

8.Klingensmith NJ, Coopersmith CM. The gut as the motor of multiple organ dysfunction in critical illness. Crit Care Clin 2016; 32:203

9.Mittal R, Coopresmith CM. Redefining the gt as the motor of critical illness. Trends Mol Med 2014; 20:214-223.

10.Coopersmith CM, Chang KC, Swanson PE, et al. Overexpresison of Bcl-2 in the intestinal epithelium improves survival in septic mice. Crit Care Med 2002; 30:195-201.

11.Dominguez JA, Vithayathil PJ, Khailova L, et al. Epidermal growth factor improves survival and prevents intestinal injury in a murine model of pseudomonas aeruginosa pneumonia. Shock 2011; 36:381-389.

12.■■Yoseph BP, Klingensmith NJ, Liang Z, et al. Mechanisms of intestinal barrier dysfunction in sepsis. Shock 2016; 46:52-59.

13.LI Q, Zhang Q, Wang C, et al. Disruption of tight junctions during poly-microbial sepsis in vivo. J Pathol 2009; 218:210-221

14.Deitch EA.Gut-origin sepsis: evolution of a concept. Surgeon 2012; 10:350-356.

15.Yi J, Slaughter A, Kotter CV, et al. Clean case of systemic injury: mesenteric lymph after heorrhagic shock elicits a sterile inflammatory response. Shock 2015; 44:336-340.

16.Beck MK, Jensen AB, Nielsen AB et al. Diagnosis trajectories of prior multimorbidity predict sepsis mortality. Sci Rep 2016; 6:36624.

17.■■Lyons JD, Mittal R, Fay KT, et al. Murine lung cancer increases CD4+ T cell apoptosis and decreases gut proliferative capacity in sepsis. PLoS One 2016; 11:e0149069.

18.Fox AC, Robertson Cm, Belt B, et al. Cancer causes increased mortality and is associated with altered apoptosis in murine sepsis. Crit Care Med 010; 38:886-893.

19.Yoseph BP, Breed E, Overgaard CE, et al. Chronic alchol ingestion increases mortality and organ injury in a murine model of septic peritonitis. PLoS One 2013; 8:362792.

20.■■Klingensmith NJ, Yoseph BP, Liang Z, et al. Epidermal growth factor improves intestinal integrity and survival in murine sepsis following chronic alcohol ingestion. Shock 2016. [Epub ahead of print]

21.Turnbull IR, Buchman TG, Javadi P, et al. Age disproportionately increases sepsis-induced apoptosis in the spleen and gut epithelium. Shock 2004; 22:364-386.

22.Dominguez JA, Xie Y, Dunne WM, et al. Intestine-specific Mttp deletion decreases mortality and prevents sepsis-induced intestinal injury in a minute model of Pseudomonas aeruginosa pneumonia. PLoS One 2012; 7:e49159.

23.Liang Z, Xie Y, Dominguez JA, et al. Intestine-specific deletion of microsomal triglyceride transfer protein increases mortality in aged mice. PLoS One 2014; 9”e101828.

24.Xu Z, Knight R. Dietary effects on human gut microbiome diversity. Br J Nutr 201; 113 (Suppl):S1-S5.

25.Ackerman J. The ultimate social network. Sci Am 2012; 306:36-43.

26.■■Krezalek MA, Defazio J, Zaborina O, et al. The shift of an intestinal ‘microbiome’ to a ‘pathobiome’ governs the course and outcome of sepsis following surgical injury. Shock 2016; 45:475-482.

27.Maria D, Firmesse O, Levenez F,et al. The Firmicutes/Bacteroidetes ratio of the human microbiota changes with age. BMC Microbiol 2009; 9:123.

28.■■McDonald D, Ackermann G, Khailova L, et al. Extreme dysbiosis of the microbiome in critical illness, mSphere 2016; 1:e00199-16.

29.Hayakawa M, Asahara T, Henzan N, et al. Dramatic changes of the gut flora immediately after severe and sudden insults. Dig Dis Sci 2011; 56:2361-2365.

30.Babrowski T, Romanowski K, Fink D, et al. The intestinal environment of surgical injury transforms Pseudomonas aeruginosa into a discrete hypervirulent morphotype capable of causing lethal peritonitis. Surgery 2013; 153:36-43.

31.■Manzanares W, Lemieux M, Langlois PL, Wischmeyer PE. Probiotic and synbiotic therapy in critical illness: a systeatic review and meta-analysis. Crit Care 2016; 19:262.

32.■■Dickson RP. The microbiome and critical illness. Lancet Respir Med 2016; 4:59-72.

33.Chapman BC, Moore HB, Overbey DM, et al. Fecal microbiota transplant in patients with Clostridium difficile infection: a systematic review. J Trauma Acute Care Surg 2016; 81:756-764.

34.■Han S, Shannahan S, Pellish R. Fecal microbiota transplant: treatment options for Clostridium difficile infection in the intensive care unit. J Intensive Care Med 2016; 31:577-586.

35.Li Q, Wang C, Tang C, et al. Successful treatment of severe sepsis and diarrhea after vagotomy utilizing fecal microbiota transplantation: a case report. Crit Care 2015; 19:37.

36.Wei Y, Yang J, Wang J, et al. with fecal microbiota transplantation in patients with multiple organ dysfunction syndrome and diarrhea following server sepsis. Crit Care 2016; 20:332.

37.Hammer AM, Morris NL, Earley ZM, Choudhry MA. The first line of defense: the effects of alcohol on post-burn intestinal barrier, immune cells, and microbiome. Alcohol Res 2015; 37:209-222.

38.Vachharajani VT, Liu T, Brown CM, et al. SIRT 1 inhibition during the hypoinflammatory phenotype of sepsis enhances immunity and improves outcome. J Leukoc Biol 2014; 96:785-796.

39.Belkaid Y, Hand TW. Role of the microbiota in immunity and inflammation. Cell 2014; 157:121-141.

40.Kober Ol, Ahl D, Pin C, et al. T-cell0deficient mice show alterations in mucin expression, glycosylation, and goblet cells but maintain an intact mucus layer. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol 2014; 306:G582-G593.

41.Costa MF, de Negreiros CB, Bornstein VU, et al. Murine IL-17 +Vγ4T lymphocytes accumulate in the lungs and play a protective role during severe sepsis. BMC Immunol 2015; 16:36.

42.Galley HF, Lowes DA, Thompson K, et al. Characterisation of gamma delta (γδ)T cell populations in patients with sepsis. Cell Biol Int 2015; 39:210-216.

43.Shubin NJ, Monaghan SF, Heffernan DS, et al. B and T lymphocyte attenuator expression on CD4+ T-cells associates with sepsis and subsequent infections in ICU patients. Crit Care 2-13; 17:R276.

44.Chang K, Svabek C, Vazquez-Guillarmet C, et al.Targeting the programmed cell death 1: programmed cell death ligand 1 pathway reverses T cell exhaustion in patients with sepsis Crit Care 2014; 18:R3.

45.■■Wu Y, Chung CS, Chen Y, et al. Novel role for programmed cell death receptor ligand-1 (PD-L1) in sepsis-induced intestinal dysfunction. Mol Med 2016; 22:.

46.■Du X, Meng Q, Sharif A, et al. Surfactant proteins SP-A and SP-D ■ameliorate pneumonia severity and intestinal injury in a murine model of Staphylococcus aureus pneumonia. Shock 2016; 46:164-172.

47.■■Schuijt TJ, Lankelma J<, Scicluna BP, et al. The gut micorbiota plays a protective role in the host defense against pneumococcal pneumonia. Gut 2016; 65:575-583.

48.Tilg H, Cani PD, Mayer EA, Gut microbiome and liver diseases. Gut 2016. [Epub ahead of print]

49.Andrade-Oliveira V, Amano MT, Correa-Costa M, et al. Gut bacteria products prevent AKI induced by ischemia-reperfusion. J Am Soc Nephrol 2015; 26:1877-1888.

50.Khoury T, Tzukert K, Abel R, et al. The gut-kidney axis in chronic renal failure: a new potential target for therapy. Hemodial Int 2016. [Epub ahead of print]

51.■Kennedy PJ, Cryan JF, Dinan TG, Clarke G, Kynurenine pathway metabolism and the microbiota-gut-brain axis. Neuropharmacology 2017; 112:399-412.