METTL3是一种甲基转移酶，通常在细胞核中与一系列蛋白质(METTL14、WTAP、VIRMA等)一起介导mRNA上的m6A修饰，从而影响mRNA的加工、出核、翻译以及降解[1]。

然而有研究发现，METTL3也会定位于肿瘤细胞的细胞质中，促进肿瘤的发展，并且这个过程是不依赖于其甲基转移酶活性的[2,3]，这提示METTL3在肿瘤中发挥的作用或许与其细胞定位有一定的联系。然而我们目前对METTL3在肿瘤细胞细胞质中发挥作用的机制还不是十分了解。

近期，由中国医学科学院余佳、王芳和金晶，以及重庆大学附属肿瘤医院邹冬玲领衔的研究团队，在《自然·细胞生物学》上发表研究成果[4]。

他们发现在胃癌细胞中，METTL3定位至细胞质中，并以m6A非依赖的方式促进一系列促癌的表观遗传因子的翻译，进而促进胃癌的进展。

机制上，定位于胞质中的METTL3可以与PABPC1结合，稳定PABPC1与转录起始复合物eIF4F的结合，从而促进SETD1A、SETD1B、MKI67和GATA2等促癌基因mRNA的翻译，促进肿瘤。

为了探究METTL3在胃癌中扮演了怎样的角色，研究团队首先分析了113例胃癌患者肿瘤组织与癌旁组织中METTL3的表达水平，发现METTL3在胃癌组织中显著上调，并且METTL3的高表达与患者疾病分期更高(偏向晚期)，生存更差相关。

以上数据提示METTL3的高表达与胃癌患者的不良预后相关，有可能具有促癌的作用。因此研究团队利用小鼠模型验证METTL3是否会促进胃癌发展。他们构建小鼠皮下瘤模型，发现敲低METTL3后肿瘤的生长明显变慢，并伴随着肿瘤细胞增值标志物Ki67降低以及凋亡标志物活化型caspase3增加。

这些数据表明，在胃癌发生发展过程中METTL3发挥了促癌的作用。

METTL3促进胃癌发展

那么METTL3到底是如何促进胃癌的呢?

因为METTL3是一种经典的m6A修饰酶，所以研究团队进行了m6A RNA测序(MeRIP-seq)以及METTL3结合RNA测序(eCLIP-seq)。分析结果显示，仅有287个基因同时出现在两个测序结果中，绝大部分与METTL3结合的mRNA位点没有m6A修饰。这表明在胃癌细胞中METTL3更有可能与不携带m6A修饰的mRNA位点结合，提示在胃癌细胞中METTL3很有可能具有m6A非依赖的功能。

为了知道这些被METTL3结合的mRNA有何德何能，能够让METTL3与之结合，研究团队分析了这些与METTL3结合的无m6A修饰的mRNA特征，发现在这些mRNA中富集了一系列促肿瘤的基因，如与p53、Wnt、Ras以及DNA损伤修复相关的基因。这暗示METTL3可能调控这些促癌基因的表达，以m6A非依赖的方式促进胃癌进展。

为了验证METTLE3是否是通过甲基化酶非依赖的方式促进胃癌进展，研究团队构建了METTL3的突变体，使其失去m6A甲基化酶活性(METTL3-mut)，并将METTL3-wt或METTL3-mut转入胃癌细胞系中，比较其对胃癌细胞增殖、侵袭能力的影响。实验结果表明，在体外实验中不论是METTL3-wt还是METTL3-mut均显著增强了胃癌细胞的增殖与侵袭能力;小鼠模型试验也得到了相同的结论。

这些数据表明，METTL3促进胃癌进展不依赖其甲基化酶活性。

METTL3以m6A甲基化酶非依赖的方式促进胃癌进展

已有的研究表明，METTL3发挥m6A修饰功能时与METTL14、WTAP等蛋白一起定位于细胞核中，那么METTL3发挥促癌作用时定位于哪里呢?

为了回答这个问题，研究团队检测了胃癌细胞系，以及正常胃上皮细胞细胞核以及细胞质中的METTL3含量，发现在胃癌细胞中METTL3主要位于细胞质中，而在正常细胞中METTL3主要位于细胞核中。

为了探究究竟是胞质中的还是细胞核中的METTL3发挥了促癌作用，研究团队在METTL3-mut的基础上构建了核定位信号突变的METTL3突变体METTL3-mut-cyto(突变体无法定位至细胞核，只存在于细胞质中)，并将其转入胃癌细胞中。结果表明，METTL3-mut-cyto和METTL3-cyto都可以显著地促进胃癌细胞的增殖、迁移和侵袭。这些数据表明，胞质中的METTL3能够以m6A非依赖的方式促进胃癌进展。

为了寻找METTL3在胞质中如何发挥作用，研究团队进行了免疫共沉淀和质谱实验，寻找METTL3在胞质中的相互作用蛋白，最终寻找到若干在胞质中与METTL3可能存在相互作用的候选蛋白。同时GO分析显示，与METTL3存在相互作用的蛋白质富集在翻译起始相关通路，提示METTL3可能会通过调控翻译过程来发挥促癌作用。

METTL3在胞质中以m6A非依赖的方式促进胃癌进展

为了证实上述的猜想，研究团队比较了METTL3-wt、METTL3-mut和METTL3-ko胃癌细胞的转录组以及翻译组差异。他们发现，METTL3的缺陷与否对转录组几乎没有影响;而过表达METTL3(不论是mut还是wt)则能够诱导翻译的激活，多聚核糖体显著增加。

更进一步地，研究团队发现翻译效率提升的几乎都是被METTL3结合的无m6A修饰的mRNA，并且GO分析表明这些翻译效率升高的基因，大多富集在组蛋白修饰以及细胞周期相关信号通路上。

这些数据表明，METTL3并不显著影响胃癌细胞的基因转录，而是影响了其结合的mRNA的翻译。

胞质中的METTL3提高其结合的mRNA翻译效率

为了知道METTL3是通过什么方式影响mRNA的翻译效率的，研究团队再次分析了他们的免疫共沉淀以及质谱数据，发现与METTL3相互作用的胞质蛋白中，含有多个翻译起始因子，包括mRNA poly A尾结合蛋白1(PABPC1)。

PABPC1是真核翻译起始复合物形成的必需成分，已有的研究表明PABPC1可以与mRNA 5’端翻译起始复合物eIF4F结合，从而使mRNA形成一个环状，促进mRNA的翻译[5,6]。因此研究团队推测METTL3与PABPC1的相互作用，可能调控了胃癌细胞的翻译效率。

体外结合实验表明，METTL3通过其C末端与PABPC1特异性结合，并且METTL3与PABPC1的结合是RNA非依赖的。并且免疫共沉淀实验发现，METTL3与eIF4F也存在相互作用。

进一步地，研究团队敲低了PABPC1或METTL3的表达，检测METTL3与eIF4F的相互作用，发现敲低PABPC1完全消除了METTL3与eIF4F的相互作用，表明METTL3是通过PABPC1间接地与eIF4F结合的;而敲低METTL3之后PABPC1与eIF4F的结合被削弱，表明METTL3可以增强PABPC1与eIF4F的结合。

这些数据表明，胞质中的METTL3可能是通过影响了cap–eIF4F–PABPC1–poly(A)复合物的稳定性，从而影响了mRNA的构型，进一步影响了mRNA的翻译效率。

胞质中METTL3与PABPC1结合，稳定cap–eIF4F–PABPC1–poly(A)复合物

METTL3通过与PABPC1结合来影响mRNA翻译，那么促进mRNA翻译是METTL3促癌的机制吗?如果是，那么具体的过程是如何的呢?

为了回答上述问题，研究团队整合分析了MeRIP-seq、METTL3 eCLIP-seq、PABPC1 eCLIP-seq以及polysome-seq数据，最终发现175个由METTL3和PABPC1共同调控的基因，并且这些基因大多富集在组蛋白/染色质修饰以及细胞周期通路，提示METTL3可能通过上调这些促癌基因的翻译来促进肿瘤进展。

研究团队从175个候选基因中挑选了一些基因进行验证，包括经典的促癌因子SETD1A、SETD1B、MKI67和GATA2，结果表明，在METTL3或PABPC1敲低后这些蛋白明显减少，而过表达METTL3-wt或METTL3-mut后SETD1A、SETD1B、MKI67和GATA2的蛋白水平显著升高。这些数据表明METTL3可以通过促进经典的促癌因子的表达来发挥促癌作用。

METTL3增加经典促癌基因表达

现在已经在细胞系中阐明了METTL3的促癌机制，那么在患者中METTL3的表达与定位是怎么样的呢，与患者的预后有怎样的联系呢?

为了解答上述的疑问，研究团队分析了癌症基因图谱中的数据，发现在多种癌症中PABPC1的表达与METTL3呈现正相关，并且METTL3的高表达与患者的不良预后相关。

临床样本分析发现，在胃癌患者中，随着临床分期的增加，METTL3的胞质积累明显增加，但细胞核中的METTL3没有明显增加。此外，METTL3的细胞质/核比例较高的GC患者的总体存活率显著较差;在前列腺癌患者的样本中也观察到了类似的结果。这些数据表明，胞质中METTL3的积累与肿瘤患者的不良预后相关。

METTL3在胞质中的积累与患者的不良预后相关

总的来说，这项研究成果发现了METTL3的一种全新的功能，定位在胞质中的METTL3通过与PABPC1结合促进一系列促癌基因的表达，从而以m6A非依赖的方式推动胃癌的进展。

同时这项研究也提示，胞浆分布的METTL3可能是胃癌和前列腺癌的一个有用的病理指标或治疗靶点。

然而，我们仍然有一些疑问期待后续的研究解答，比如，通常在细胞核中工作的METTL3为何会定位至细胞质中?如果能解答这个疑问，那么我们或许可以针对METTL3定位至细胞质的过程开发针对性的药物，帮助其找准自身定位，不要在错误的地点做不好的事情。

此外，为什么METTL3和PABPC1可以相对特异性的提高促癌基因的翻译效率呢?这其中的决定因素是什么呢?如果找到决定这种特异性的分子机制，我们或许可以开发出一次性抑制多种癌基因表达的抗肿瘤药物。

参考文献：

1. He PC, He C. m6 A RNA methylation: from mechanisms to therapeutic potential. EMBO J. 2021;40(3):e105977. doi:10.15252/embj.2020105977

2. Lin S, Choe J, Du P, Triboulet R, Gregory RI. The m(6)A Methyltransferase METTL3 Promotes Translation in Human Cancer Cells. Mol Cell. 2016;62(3):335-345. doi:10.1016/j.molcel.2016.03.021

3. Choe J, Lin S, Zhang W, et al. mRNA circularization by METTL3-eIF3h enhances translation and promotes oncogenesis. Nature. 2018;561(7724):556-560. doi:10.1038/s41586-018-0538-8

4. Wei X, Huo Y, Pi J, et al. METTL3 preferentially enhances non-m6A translation of epigenetic factors and promotes tumourigenesis. Nat Cell Biol. 2022;24(8):1278-1290. doi:10.1038/s41556-022-00968-y

5. Kranz A, Anastassiadis K. The role of SETD1A and SETD1B in development and disease. Biochim Biophys Acta Gene Regul Mech. 2020;1863(8):194578. doi:10.1016/j.bbagrm.2020.194578

6. Fatscher T, Boehm V, Weiche B, Gehring NH. The interaction of cytoplasmic poly(A)-binding protein with eukaryotic initiation factor 4G suppresses nonsense-mediated mRNA decay. RNA. 2014;20(10):1579-1592. doi:10.1261/rna.044933.114